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15/12/2017

Bonjour,

Qui a déjà utilisé le bleu d'aniline (dans notre cas pour colorer du mycélium) ? Nous utilisions un microscope à fluorescence (excitation à 340nm avec un filtre A, filtre d'arrêt à 380nm). Nous avons maintenant un Axioimager de Zeiss, le filtre DAPI (filter set 49) ne semble pas fonctionner. Est-ce que quelqu'un aurait des infos ?

Merci pour votre réponse.

Catherine

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08/02/2017

Bonjour à tous,

Je souhaitais vous soumettre un problème que je n'arrive pas à résoudre.

J'essaye de mettre au point une manip d'immunogold sur des tissus d'insectes, et pour cela, je souhaite utiliser la cryofixation haute pression. Pour le protocole j'utilise l'HPM100 pour l'HPF, puis je fais une cryosubstitution dans l'AFS pour une inclusion en K4M. Après immunomarquage, voilà le résultat que j'obtiens (cf. pdf). Sur les organes qui m'intéressent, qui sont ceux hébergeant des bactéries, on peut voir des gros trous autour des bactéries qui endommagent considérablement l'organe. Les autres tissus n'ont pas l'air impactés mais à mon avis à cause des trous, la coupe est déformée et on a une rétractation de la coupe au niveau des autres tissus, qui épaississent la coupe, donc c'est pas terrible non plus. Par contre, l'immunomarquage est sans doute correct. En parallèle, on a traité les mêmes tissus en EPON pour observation de l'ultrastructure et là, même si on a des artéfacts de congélation, les résultats sont bien meilleurs. Est-ce que je peux donc exclure l'étape de cryofixation comme étant problématique ? Je précise aussi que j'ai refait plusieurs fois la manip car j'avais de gros problèmes de polymérisation du K4M. Pour celle là, la polymérisation était bonne (j'ai changé de moule), et je n'ai pas eu de problème particulier à la coupe.

J'en profite aussi pour vous demander quels sont les paramètres à prendre en compte pendant la cryofixation pour valider le shot et conserver l'échantillon.

Merci de vos conseils car je manque sérieusement d'expérience sur cette technique pour pouvoir résoudre cette colle par moi-même !

Merci d'avance et bonne journée à tous

Séverine

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22/12/2016

Bonjour à tous
J'aurais besoin d'observer des matériaux (type dacron et un autre plastique), et je ne sais pas qu'elle est la meilleure technique de préparation et observation en MET ?
Faut-il faire des coupes à froid directement sur le matériau et à quelle température ? et est-ce que les fibres +/- plastiques résistent sous le faisceau ou il faut aussi observer à froid ?
Merci pour votre aide

Bonne fin d'année
Christine

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19/10/2016

Bonjour à tous,

Les prochaines journées du réseau approchent et je voulais en profiter pour vous demander à tous votre avis. Je vous avais sollicité l'année dernière sur une question concernant la gestion de vos images et la mise en place d'une base de données. 

Vous aviez été un certain nombre à me répondre, essentiellement parce que vous aviez les mêmes questionnements que moi : le stockage, l'archivage, le partage des images, les métadonnées importantes à associer, les logiciels pour les bases de données, le format des images, etc. Bref les questions sont nombreuses, les réponses beaucoup moins. Et je pense que ces questions se posent aussi bien pour ceux gérant des grosses plateformes que pour ceux sur une petite unité de recherche.

Néanmoins en partageant nos expériences peut-être pourrions nous avancer plus vite. C'est pourquoi je vous pose les questions suivantes :

-Seriez vous intéressé par un temps d'échange sur ces questions pendant les prochaines journées ?

-Seriez vous intéressé par la création (et la participation) à un groupe de travail sur le thème de la gestion des images ?

Pour ceux ou celles qui ne seront pas avec nous à Jouy, leurs réponses sont bien entendu les bienvenues également.

Merci à vous pour vos réponses que j'espère nombreuses et fructueuses !

Bonne journée à tous,

Séverine

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11/10/2016

Bonjour à tous, Le groupe de travail  RCCM-RTMFM mis en place par la mission interdisciplinarité du CNRS "Préparation des échantillons"  souhaite mettre à la disposition de toute la communauté des microscopistes des protocoles déjà bien éprouvés par chacun d'entre nous. Dans ce cadre là nous vous diffusons un questionnaire à nous retourner d'ici le 30 novembre 2016. Ce questionnaire regroupe 8 protocoles différents selon la technique de microscopie utilisée. Renseignez au moins un protocole, en fonction du type de microscopie que vous pratiquez régulièrement. Cela vous prendra peu de temps. Bien sur vous pouvez en renseigner plusieurs  si vous le souhaitez.  Le principal est qu'un maximum de personnes participent afin de recueillir  bon nombre de protocoles. Si vous travaillez en  fixant des molécules fluorescentes n'oubliez pas de nous indiquez dans vos remarques si vous observez du quenching de la fluorescence après fixation, cette question a été oublié dans le questionnaire!!! Attention la dernière page du questionnaire demande obligatoirement vos coordonnées. En vous remerciant tous. Marie-Christine pour le groupe de travail "Préparation des échantillons"

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07/12/2015

Bonjour à tous,

France-BioImaging lance un appel à projets scientifiques ouvert à tous les utilisateurs hors périmètre de France-BioImaging et qui voudraient utiliser l’offre proposée par l'infrastructure.
Les critères d’éligibilité sont :
1) le projet nécessite l’accès à une technologie hors proximité de l’équipe mandante ( projet trans-régions ou trans-nationaux)
2) le projet nécessite une technologie innovante ou peu disponible et/ou,
3) une expertise spécifique (méthodologique/technologique/ connaissances biotechnologiques, animalerie, traitement des données…) et/ou,
4) un environnement scientifique adapté, éventuellement collaboratif (biophysique, bio cell, immuno…)
Les demandes d'accès peuvent être soumises par voie électronique à tout moment sur: 
http://france-bioimaging.org/service-offering/application-projects/
Elles sont examinées tous les deux mois par le Bureau Exécutif de France-BioImaging.
Après acceptation, l'utilisateur aura accès à l'établissement de son choix ou se verra proposé un site plus approprié.
France BioImaging co-financera les projets sélectionnés sur des frais de déplacement, d’hébergement et en partie sur les coûts expérimentaux.
Merci de bien vouloir diffuser cet appel.

Bien Cordialement
La Coordination Nationale de France Bioimaging

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17/11/2015

Bonjour à tous,
Je suis à la recherche d'un marqueur fluorescent pour allumer la phase "sucres" (probablement en cristaux) dans des matrices alimentaires au CLSM.
Les lectines sont un peu trop spécifiques et honéreuses.
Merci d'avance,
Alexis

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22/10/2015

Bonjour, 

La communauté scientifique s'agrandissant autour de la microscopie à feuille de lumière , nous envisageons d'organiser des journées thématiques  via le GDR MIV 2588  enfin de

(i)            rassembler l’ensemble des acteurs majeurs du domaine 

(ii)           partager les avancés technologiques et applicatives de ce type de microscopie

(iii)          mettre en lien et diffuser les savoir-faire afin de faire connaître cette technologie émergente à l’ensemble de la communauté scientifique.

Mais avant nous souhaiterions faire un sondage rapide pour évaluer le nombre de personne intéressées

Pouvez vous répondre aux questions suivantes:

 Seriez vous intéressé pour participer à ces journées thématiques ? (si oui)

Seriez vous prêt à contribuer par un poster ou une présentation?

 Merci par avance pour vos réponses,

Bien cordialement,

Corinne

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25/09/2015

Bonjour,
Merci pour vos réponses, je fais les essais la semaine prochaine.
Bonne journée
Christine

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21/09/2015

Bonjour,
Pour colorer des noyaux de blé j'utilise un tampon PBS paraformaldéhyde qui permet la fixation et "de trouer" les structures sub celulaires ce qui facilite l'accés du DAP Iou du iodure de propidium à l'ADN du noyau. C sont des protocoles de cytométrie en flux. il y en a plein (on fit varier les tampons). voir Dolezel par exemple.
Veronique

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21/09/2015

Bonjour Christine
Rien de tout cela ne marche vraiment bien sur les plantes sans fixation.
En revanche les Syto Orange (Syto 81, 82, 83, 84 et 85) marchent bien, surtout le 83.
A utiliser à 50 nM dilué dans l'eau ou le milieu de culture
Olivier

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21/09/2015

Bonjour,
Je souhaiterais colorer les noyaux de feuilles de tabac (matériel non fixé) pour confirmer le signal GFP d'une protéine nucléaire. J'ai essayé le DAPI mais la coloration n'est pas reproductible. On m'a conseillé le hoechst 33342, le sytox, le thiazole orange. Avant d'acheter, quelqu'un peut il me conseiller et m'indiquer un produit et un protocole?
Merci bien
Christine

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04/09/2015

Bonjour Severine,
Nous n'avons pas opter pour la solution, micro manager. je m'en suis servi au synchrotron, et il paraissait simple d'utilisation, même si je pense qu'il faut avoir quelques connaissances en programmation, et vérifier s'il peut piloter ta machine. Nous étions plusieurs à nous en servir à "Soleil". Il est open source  c'est un bon avantage, et je pense que de plus en plus de personnes vont s'y mettre vu les prix pratiqués par les fournisseurs. Poses tes questions directement sur le réseaux de micro manager ( ca doit pouvoir se trouver comme pour image J) et il n'est pas exclu qu'on vienne à l'utiliser sur d'autres  de nos microscopes dans l'avenir
Quant à savoir s'il pourrait perturber le logiciel  d'acquisition d'Olympus, je n'en sais rien. Vois peut-être avec des informaticiens si  tu peux l'installer sur une autre partition de ton PC, pour l'essayer.
Tu as une platine motorisée?  Parce qu'il faudra également que micro manager la pilote, sans celle-ci c'est plus simple.

bien à toi et bon courage
olivier

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03/09/2015

Bonjour Je vois que ma question suscite beaucoup de questionnements, sans forcément de réponses. Je suis du coup très partante pour une discussion sur ce sujet lors des prochaines journées du RµI.
Sinon, j'avais une question pour Olivier sur Micro-manager, car c'est prévu effectivement que l'on passe sur Cell Sens. Est-ce que je peux installer micro-manager pour le tester sans mettre la pagaille sur Cell que j'utilise actuellement, et est-ce que tu penses que c'est un logiciel qui permet une utilisation accessibles à plusieurs utilisateurs avec des demandes très différentes, et qui ne sont pas tous initiés à l'imagerie ?
Merci en tout cas pour vos contributions
Séverine

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03/09/2015

Bonjour,
La gestion des images est aussi un souci sur notre plateforme. A cela il faut rajouter le volume de stockage, le temps durant lequel ces données doivent être conservées, comment trouver les moyens de maintenir des serveurs opérationnels (coûts et RH), comment ne garder que ce qui est pertinent au delà d'un certain temps sans que cela impacte sur l'historique de sauvegarde (historique qui peut lui aussi être volumineux), etc, etc...
Enfin il y a archivage et stockage , ce qui n'est pas la même chose. Beaucoup de point à considérer avant même d'aborder la gestion en base de données, et qui ont un coût non négligeable.
Pour la gestion de données, le logiciel Labcollector (commercial) a été mis en place au niveau de mon Unité et il est très bien pour gérer des petits volumes (images de gels, images 2D, ...) mais il ne permet pas la manipulation et l'intégration de fichiers volumineux de microscopie 3D et 4D.
Je suis donc preneur de toute information sur un logiciel, ou des procédures adaptées à nos images de microscopies.
Bonne journée
Pierre

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03/09/2015

Bonjour,
Pareil pour moi, je pense aussi qu'il faudra un jour aborder ce problème au niveau de l'Inra, pour sauvegarder ce patrimoine et de le mettre à la disposition des personnes intéressées. Créer une seule plate forme de sauvegarde pour l'institut ? J'ai essayé de faire quelque chose avec Silverpeas pour mettre mes images à la disposition de notre collaboratif, mais j'y ai renoncé mes images TIFF sont beaucoup trop volumineuses ( et nombreuses !) pour un transfert aisé.
Comme je suis maintenant assez proche de la retraite et que j'ai plusieurs milliers d'images qui pourraient servir à d'autres, je trouve que c'est dommage de les laisser dans un tiroir !
J'ai vu toute une collection de films de microscopie électronique (années  1960-1970 ) disparaitre avec la fermeture d'une station de l'Inra ( feu Pathologie Comparée à St Christol les Alès )  faute d'archivage pertinent.
Oui une réflexion s'impose !
Merci d'avoir lu et bonne journée à tous,
Marc

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03/09/2015

Bonjour à tous,
La gestion des images de microscopie est une problématique qui est aussi d'actualité sur le plateau de microscopie de l'Institut Sophia Agrobiotech à Sophia-Antipolis.
Nous commençons à aborder le sujet et sommes très intéressés par les expériences de chacun sur ce sujet.
Je trouve l'idée de Christophe sur une réflexion commune (via un groupe de travail par exemple) très pertinente.
Bonne journée.
Nathalie

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03/09/2015

Bonjour à tous ,
je suis assez preneur de ce genre de questionnement , nous sommes en effet nombreux à nous débattre chacun avec nos outils (maison ou pas) pour stocker, ranger, retrouver, sauvegarder,re-sauvegarder, diffuser,... nos documents (images, données d'acquisition,...) acquises (maintenant essentiellement par le numérique) dans tous les domaines de la microscopie .Les fichiers sont généralement volumineux et nombreux donc assez complexes à gérer avec des outils classiques  sur le moyen et long terme.
Sans avoir de solution miracle, je pense qu'une réflexion commune (grp de travail?, discussion lors des journées, formation,...) sur ces aspects serait intéressante pour beaucoup et peut être fondatrice de démarches et de conseils salvateurs de nos productions .
Bonne journée à tous,
Christophe

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01/09/2015

Bonjour séverine,
tu passes sur cell Sens?
tu travails avec quel microscope? il existe des logiciels open source capable de piloter nos microscopes, comme micro-manager  https://micro-manager.org/wiki/Olympus.
j'avais lancé une discussion à l été 2014, suite au changement de windows.
Facture olympus  environ 8000€ !!!
Concernant tes images, je n'utilise pas de fichier spécifiques. j'enregistre directement mes images sur les plateforme de sauvegarde de l'INRA.
Je vais suivre les réponses que tu obtiendras, malgré tout, car peut-être que je pourrai mettre cela en place également.
Bonne journée.
Olivier

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01/09/2015

Bonjour à tous,
J'aurais besoin de vos avis et conseils sur la gestion de vos images de microscopie.
J'utilise actuellement un logiciel Olympus sur lequel j'ai crée une base de données me permettant d'archiver et de classer toutes mes images, en conservant toutes les métadonnées générées par le microscope, mais en ajoutant aussi d'autres renseignements (type de projets, manip, type de microscopie, commentaires, etc.). Seulement voilà, comme beaucoup d'entre vous, je me retrouve à devoir changer de logiciel puisque celui sur lequel je travaille ne suit plus les évolutions de Windows, et ma base de données ne pourra plus être alimentée sur ce nouveau logiciel. Donc avez vous des conseils pour gérer au mieux vos images et connaissez vous des logiciels qui permettent de le faire efficacement, du moins mieux qu'avec un explorateur Windows ?
Tous vos avis sont les bienvenus !
Merci de votre aide
Séverine

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28/07/2015

Bonjour,
Nous envisageons l'acquisition d'un microscope inversé ZEISS Axio Observer complètement motorisé + Apotome2, et nous nous interrogeons sur la nécessité de prendre une extension de garantie. Je suis intéressé par tous les retours d'expérience sur ce type de matériel.
Merci par avance,
Bien cordialement
Philippe

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20/05/2015

Bonjour à tous,
Est-ce que quelqu'un a déjà utilisé, ou a du matériel équipé du système DSD2 d'Andor ?
Merci
Catherine

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21/04/2015

Bonjour,
En 2010, nous avons fait l'acquisition d'un macroscope confocal (LSI et HCS de Leica) pour cribler des embryons F0 de poissons zébrés (zebrafish) transgéniques. Le créneau de ce système se situe vraiment entre la binoculaire et le microscope, pour des échantillons relativement épais ou nombreux car pour cribler pas mal d'échantillons dans la journée, le macroscope est vraiment appréciable pour sa distance de travail et son zoom optique.
Par contre ne pas espérer faire de belles reconstructions 3D (jeu de lentilles du zoom créé des PSF aberrantes) ou espérer une résolution comparable à un microscope (même s'il est possible d'adapter un objectif 20x ON1 sans zoom optique).
N'hésitez pas à me recontacter si vous souhaitez plus d'info.
Bonne soirée,
Sylvia

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21/04/2015

bonjour,
Nous envisageons, à l'INRA de Colmar, l'achat d'un macroscope confocal et il nous faudrait évaluer la pertinence d'un tel investissemnt. Qui au niveau du réseau aurait de l'expérience avec cet appareil ?
Merci d'avance
Catherine

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22/10/2014

Bonjour

Je traite des stacks assez lourdes (800 a 1000 images)

Je suis intéressé par une fonction dispo dans Fiji et apparemment pas dans ImageJ (dynamic resilce).

Je voudrais travailler en RTAM et pas en virtual memory (temps de traitement)

J'ai une question basique de mémoire:

Quelqu'un saurait pourquoi si je demande 10000 (ou 12000) de mémoire dans les deux cas, la même stack se charge bien dans ImageJ et ne passe pas dans Fiji ?

cf PJ, les set-up mémoire sont un peu différents entre les deux, mais j'utilise la même chose dans les 2 osfts)

Merci pour le tuyau, s'il y en a un

Yvan

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24/07/2014

Bonjour,
Je ne l'utilise pas souvent mais je sais que micro-manager est un logiciel freeware, programmable en java, utilisant des moteurs communs avec ImageJ/FIJI. On peut donc créer ses propres pilotes et les partager.
Je l'ai utilisé avec beaucoup de facilité avec un combiné Falcon EM-CCD de chez Raptor et une source 7 lambda de lumencor sur vieux montage Axiophot. Ça marche impec. J'ai trouvé ça mille fois mieux que les trucs compliqués de MetaTruc.

Oliv

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24/07/2014

Bonjour,
Oui nous l'utilisons ici pour piloter une caméra Roper Coolsnap-cf sur un vieux micrsocpie Axioplan non motorisé. Cela marche très bien. Ce logiciel peut aussi piloter des micrsocopes motorisés et il a l'avantage d'être gratuit !!!

Bonne journée

Pierre

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24/07/2014

Bonjour à toutes et à tous,

Est-ce que quelqu'un aurait entendu parler de ce sofware en open source, ou l'aurait utilisé :https://micro-manager.org/.
je serai intéressé par un retour d'expérience.

dans l'attente

bonne journée

Olivier

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22/07/2014

Bonjour,
je suis confrontée au même problème pour 3 machines Olympus pilotées par cell A et cell P. Deux de ces machines sont vieilles et je n'ai donc ni le souhait ni les moyens d'investir beaucoup sur ces postes. Pour l'instant, je garde le système XP en sortant les machines du réseau. Les données seront sauvegardées sur un espace local permettant aux utilisateurs de récupérer leurs données depuis leur ordinateur afin d'éviter l'usage de clés USB ou de disques externes.

Bien cordialement,

Carine

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22/07/2014

Bonjour Olivier

Pour ta caméra, nous avons presque la même que toi (DP-72 au lieu de DP-71 je crois), donc elle doit pouvoir tourner sous Vista (comme nous) ce qui, certes n'est pas une grande avancée...(ormis pour les aspects de sécurité)
Par contre j'ai eu la bonne surprise de faire tourner sous Windows 8.1 des logiciels non vérifiés / validés. Sachant que W 8.1 est finalement assez léger et qu'il peut etre installé sur des vieilles machines (cartes PCI), tu peux peut etre tester une ré installation sans faire la mise à jour couteuse que t'impose Olympus (et microsoft !).

Dans les mois qui viennent nous ferons également ces évolutions nécessaires et si possible à moindre cout. Nous partagerons nos expériences.

Bonne journée

Bruno

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22/07/2014

Bonjour à toutes et à tous,

Je cherche à entrer en contact avec des personnes possédant un équipement de microscopie Olympus muni de caméras couleur ou noir et blanc , éventuellement de platine motorisée et de connaître le système d'exploitation utilisé.

En effet, nous sommes dans l'obligation aujourd'hui de changer de système et d'abandonner XP. Ce problème existe pour d'autres fournisseurs et les tarifs annoncés pour le changement de logiciel, des cartes PCI et autres périphériques ( caméras selon compatibilité) sont exhorbitants- de l'ordre de 8000 €.

Etes-vous ou allez-vous être face à ce problème et comment envisagez-vous de le résoudre? En se regroupant, il serait peut-être plus facile de faire pression auprès de ce fournisseur et d'entamer une meilleure négociation.

Dans l'attente de votre retour si possible rapide,

Cordialement,

Olivier

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19/03/2014

Bonjour à tous,

Je viens d'installer ( tout seul ! )  la version gratuite du  logiciel  ZEN sur mon PC ( window  7 ) pour pouvoir travailler les images acquises sur ma plateforme. RAS, tout marche, mais  quand je veux récupérer mes image ZVI en TIFF pour pouvoir les travailler avec Image J ( pour publication par ex.  ), l'image obtenue est très floue et on voit les franges de l'apotome .............

quelqu'un a t il une explication ?

Merci et bonne journée

Marc  

14/02/2014

Bonjour,
La plateforme PIC de l'Unité PRC de l'Inra de Nouzilly (37) possède 2 postes installés avec le logiciel "Mercator", un équipé d'un microscope à fond clair et un équipé d'un microscope à fluorescence. Nous exploitons grâce à ce logiciel des coupes histologiques effectuées sur tissu animal, colorées ou marquées en immunohistochimie.
Cordialement
Maryse

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14/02/2014

Bonjour à toutes et à tous,

Pourriez-vous me dire quelles sont les plateformes INRA qui utilisent le logiciel MERCATOR ( société Explora Nova)? et me précisez sur quel type de matériel ( animal, végétal ou autres)

Merci

Bonne journée

Brigitte

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18/06/2013

Bonjour,
Je ne suis pas une microscopiste, juste utilisatrice, mais nous nous sommes équipés récemment d'une loupe  microscopique Zeiss à LED. Nous avons comparé 3 marques et les deux systèmes mercure et LED en faisant apporter le matériel sur place. Le choix a été très facile car il n'y avait pas "photo" entre  les résultats. Ce qui nous préoccupait c'était une bonne  fluorescence pour visualiser la GFP sur tissus, cals,...
Nous en sommes très satisfaits :
pour la qualité du microscope et des objectifs, pour le signal très fort en GFP sans excitation de la chlorophylle. Pour la simplicité d'utilisation et la souplesse (on peut allumer et éteindre sans problème)
Par contre si on  a besoin d'une deuxième d'onde (dsRED par exemple),  il faut acheter une étage supplémentaire de LED dédié à cette nouvelle émission.

N' hésitez pas à me contacter si vous souhaitez d'autres renseignements

Bien cordialement
Laura

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18/06/2013

Bonjour,
Dans notre labo,nous avons des microscopes pour la fluo avec des lampes à mercure à changer régulièrement.
Nous voulons investir dans un microscope inversé avec fluo.
Les fournisseurs (Nikon etc..) nous ont présenté des microscopes à LED.
Avez-vous des retours sur les LED par rapport au Lampe à mercure ??

A priori si on laisse la lame en observation (par exemple pour suivre une cinétique) en fluo, la lame chauffe ..

Merci pour vos remarques et conseils.

Sandra

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27/02/2013

Bonjour
il y a aussi un scanner de lames Nanozoomer (Hamamatsu) à Montpellier, sur le plateau MRI-INM (Montpellier RIO Imaging, Institut des Neurosciences de Montpellier)

http://www.mri.cnrs.fr/index.php?m=18&i=53
Amicalement
Geneviève

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27/02/2013

Bonjour à tous,

 Cet appareil précisément non, mais un appareil du même genre est disponible sur le Pôle Photonique du Bordeaux Imaging Center : le Nanozoomer d'Hamamatsu. Voir le descriptif dans la Newsletter du BIC.

Bien cordialement,

Catherine

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26/02/2013

Bonjour,
Sur Rennes, l'INRA étant partenaire de la SFR Biosit, nous avons accès à un appareil de ce genre mais d'une autre marque sur la plateforme imPACell (http://biosit.univ-rennes1.fr/plates-formes/ImPACell/)
Descriptif trouvé sur leur site:

ArrayScan V^TI HCS Reader (Cellomics) pour le HCS (High Content Screening). Banc optique Axiovert 200M (Zeiss) complètement automatisé. Plateau XY avec insert de plaques automatisé. Caméra CCD refroidie 12bit, haute résolution Hamamatsu ORCA®-ER. 

Objectifs : 5X, 10X, 20X, 40X. L’ArrayScan est couplé à un bras robotique CatalX pour la lecture automatique des plaques. Un serveur dédié assure le stockage des images.

La seule application pour laquelle on utilise cet appareil est l'acquisition automatisée d'un grand nombre d'image en fluorescence à partir de boite de culture et pour cela c'est un outil très performant.
Bonne journée
Jérôme

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26/2/2013

Bonjour,

Est-ce que quelqu'un  connait ce genre d'appareil?

http://www.moleculardevices.com/products/instruments/high-content-screening/imagexpress-micro.html

Sait-on si cet appareil existe à l'INRA ou éventuellement ailleurs???

Merci pour vos retours,

Brigitte

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4/12/2012

Bonjour à tous.

Merci à Pierre pour la publicité, et merci à tous pour vos très nombreux mails.

En seulement 4 semaines, ce nouveau plugin a connu une diffusion exceptionnelle dans la communauté des microscopistes et bien au dela. Plusieurs milliers de personnes l'utilisent déjà dans tous les domaines. Nous nous réjouissons de cet accueil, preuve que ce système comble un besoin de base commun à toutes les personnes devant présenter des images sous forme de figures. 

Comme l'a fait remarquer Pierre, il est très simple d'utilisation, et réduit à quelques minutes le temps nécessaire à la création de figures classiques. Des liens vers les données originales et les étapes de traitement sont préservés à tout moment, ce qui permet très facilement de revenir aux images sources, et assure la transparence du processus de création de la figure, une exigence des éditeurs jusqu'à présent grandement insatisfaite, faute de moyen technique.

Grâce à vos commentaires, quelques petites erreurs ont été corrigées et j'ai aussi ajouté des fonctions simples d'annotation (flèches, textes). La dernière version est disponible sur figurej.org. 

Amicalement,

Jerome.

Bonjour,
Pour toutes les personnes qui passent des heures et des heures à faire les montages photos des articles, voici un nouveau plugin d'ImageJ (presque en avant-première...) de notre collègue Strasbourgeois, Jérôme.
http://imagejdocu.tudor.lu/doku.php?id=plugin:utilities:figurej:start
En trois clics ce plugin vous permettra de monter vos figures, pour la joie de tous les reviewers et imagophobes.

Pierre

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19/11/2012
Bonjour,

Plusieurs produits alternatifs ont été proposés (cf. Yamaguchi 2010 ci-joint), notamment l'OTE (Oolong tea extract), le permanganate de potassium, l'acide phosphotungstique et le "platinum-blue". Nous avons obtenu de bons résultats avec l'OTE sur tissus végétaux mais pas très reproductibles. Il semble que la solution ne soit pas stable.

Je sais que d'autres personnes ont fait des tests avec l'OTE, notamment la plateforme Imagif sur du végétal, vous pouvez les contacter (www.imagif.cnrs.fr).

Si le MET est équipé d'une bonne caméra on peut souvent se passer de coloration, ce qui évite bien des problèmes.

Bonnes observations,

Catherine

P.S. On peut se procurer de l'OTE chez Delta Microscopies.

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19/11/2012
Bonjour,

Je suis à la recherche d'informations concernant le contraste positif des échantillons avant observation en TEM.

Nous utilisions auparavant l'acétate d'uranyle pour contraster nos coupes de parois végétales après immunomarquage, mais ce produit est maintenant à éviter et difficile à se procurer (pb radioactivité).

Quelqu'un connait il un produit alternatif à l'acétate d'uranyle pour contraster les échantillons végétaux ?

Merci d'avance,

Bonne journée à tous,

Anouck

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08/11/2012
Bonjour!

Il s'agit de mon image!

Ce sont des myoblastes de souris (lignée C2C12) marquées DAPI/Mitotracker Red, imagées sur un confocal ZEISS 510 META à l'aide d'une diode 405 et d'un laser HeNe 543.

Le confocal n'est pas incontournable pour imager ce genre de choses mais il (entre autres) augmente la résolution XY de 30% et réalise des tranches optiques fines contrairement à un épifluo classique.

Vous pouvez me contacter afin que l'on en discute

Bonne journée

Elodie

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08/11/2012
Bonjour à tous,

Je suis à la recherche d'informations sur 2 aspects:

- les logiciels de déconvolution: sur quelles data? tous payants? lequel choisir?

- l'imagerie des mito/lyso/RE-trackers: le confocal est-il incontournable? qqun a d'ailleurs publié la photo suivante sur le site du réseau, alors si il ou elle se reconnaît... j'aimerais pouvoir obtenir la même qualité!

Si l'un d'entre vous se fait connaître, je peux détailler les questions!

Merci beaucoup d'avance pour vos réponses et bonne fin de journée à tous.
Anne-Catherine

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02/11/2012
Salut,

Regarde les références chez France lampes, ils ne sont pas cher.

A+

Cyril
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02/11/2012
Bonjour,

Nous avons besoin d'acheter des alimentations HBO 100W pour deux microscopes LEICA. Si vous connaissez les revendeurs pas chers, je suis preneuse ! Et pour la même occasion je cherche les pistes pour acheter ensemble d'éclairage

« metal-halid »120W.

Je vous remercie par avance

Amicalement

Liudmila
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28/09/2012
Bonjour,

J'ai essayé également d'éliminer l'autofluorescence avec du bleu d'Evans sur des coupes de tiges d'arbre pour lesquelles nous avons beaucoup d'autofluorescence au niveau des parois des cellules du bois due à la présence de lignine : ce n'était pas très concluant même à des concentrations relativement élevées (1% si je me souviens bien). Ceci dans le cas de manip d'immunolocalisation avec Ac IIaire couplé à la FITC.

Cordialement.

Nicole

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28/09/2012
Bonjour,

J'ai utilisé avec succès la coloration après marquage avec bleu d'Evans. Une traitement avec ce colorant diminue significativement l'autofluorescence mais le colorant est fluorescent dans le rouge et son application se limite en conséquence aux marquages avec des sondes fluorescents bleues, vertes, jaunes. Vous trouvez plus d'info dans le fichier joint.

Ton.
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28/09/2012
Bonjour,

Je réalise actuellement des manips d'immunofluorescence sur des coupes d'insectes pour lesquelles j'aimerais grandement réduire l'autofluorescence de mes tissus. J'ai vu des protocoles utilisant une solution aqueuse de borohydrure de sodium, seulement en consultant la Fiche de Sécurité du produit, je vois que le NaBH4 peut produire une réaction violente et dégager des gaz très inflammables en contact avec l'eau.

-Est-ce que l'un d'entre vous a déjà utilisé cette technique et si oui, quelles précautions de sécurité faut-il prendre ?

-Ou bien , avez-vous d'autres recettes à me conseiller ?

Merci pour vos réponses,

Cordialement

Séverine
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22/09/2011
Bonjour,

Je suis également dans la même situation, je viens de demander des devis pour cryostats et je ne connais pas ceux de microm , nous avons un vieux Leica que nous essayons de remplacer.

j'aimerai particulièrement avoir les avis des personnes qui possèdent le Microm HM 550 avec dispositif à effet Pelletier de refroidissement de l'échantillon , la désinfection de la chambre par solvant chimique et l'aspiration des déchets.

Merci pour les infos.

Bonne journée
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21/09/2011
Bonjour,
Notre unité est en train de prospecter pour l'achat d'un nouveau cryostat.
Nous aimerions savoir si parmi vous certains utilisent des cryostats Microm, et si oui, êtes-vous satisfaits du service après-vente ?
Cordialement,
Sabine
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25/01/2012
merci pour les conseils ,

Voici quelques précisions demandées par Marjorie Juchaux à l'INRA d'Angers

un enrobage ne suffirait-il pas pour le vibratome??

est-ce vraiment une inclusion des tissus?

Quel type d’échantillon utilisez vous?

effectivement ce n'est pas une inclusion et le terme enrobage est celui qui convient , il est utilisé pour maintenir l'orientation de l'embryon du poisson .

Voici la recette :
1-Solution d’albumine :
Dissoudre 90 gr d’ovalbumine dans 200 ml de tampon phosphate 0,1M pH 6 à 7Il est important de vérifier le pH du tampon phosphate . Utiliser du tampon à bas pH (autour de 6), car si le pH est autour de 8 on a une polymérisation trop rapide identique au problème de la chaleur
N.B : ajouter très progressivement la poudre d’albumine sous agitation.

2-Solution de gélatine :
Dissoudre 1,5 gr de gélatine dans 100ml du même tampon.Ne pas prélever directement la gélatine dans son flacon d’origine.

Mélanger 2 volumes d'albumine et 1 volume de gélatine
puis fractionner en 4 ml dans des tubes à essai

Le mélange se conserve à –20°C pendant 1 an voire plus
Mode opératoire :

L’enrobage est réalisé le jour de la coupe au vibratome, l’échantillon est déposé dans un moule plastique, puis sous une sorbonne , réaliser la préparation suivante : dans le tube de 4 ml du mélange albumine-gélatine , déposer 330 µl de gluta à 25% sur le rebord du tube, puis boucher et retourner le tube 2 à 3 fois ; ensuite, verser très vite ce mélange dans le moule d'inclusion plastique. On obtient un bloc que l'on peut orienter facilement et couper facilement au vibratome.

Chantal

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24/01/2012
Bonjour,

nous utilisons aussi l agarose, en essayant d adapter son pourcentage à la dureté de l échantillon, de 2% pour une jeune racine à 6 % pour un tissu ligneux assez dur.

Cela permet d eviter que la coupe ne saute trop facilement de l agarose.

Cordialement

Geneviève
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24/01/2012
Bonjour,

Pour nos coupes réalisées avec le vibratome, si l'échantillon est petit (petite racine, morceau de feuille par exemple), j'enrobe l'échantillon dans de l'agarose de 4 à 6 %.

On obtient des petits blocs d'agarose contenant l'échantillon, que l'on peut facilement coller sur la platine. Il faut juste faire attention de ne pas placer l'échantillon dans

l'agarose trop chaude.

J'espère que cela pourra convenir pour vos échantillons.

Cordialement,

Joëlle

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24/01/2012
Bonjour,

nous utilisons pour effectuer des coupes au vibratome une inclusion des échantillons dans un mélange albumine-gélatine qui polymérise par addition de glutaraldéhyde.

Avez vous un autre milieu d'inclusion à nous proposer pour éviter l'utilisation de glutaraldéhyde?

merci pour vos conseils

Chantal
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22 sept 2011

> Bonjour,

> Je suis également dans la même situation, je viens de demander des devis pour cryostats et je ne connais pas ceux de microm , nous avons un vieux Leica que nous essayons de remplacer.

> j'aimerai particulièrement avoir les avis des personnes qui possèdent le Microm HM 550 avec dispositif à effet Pelletier de refroidissement de l'échantillon , la désinfection de la chambre par solvant chimique et l'aspiration des déchets.

> Merci pour les infos.

> Bonne journée

>

>> Bonjour,

>>

>> Notre unité est en train de prospecter pour l'achat d'un nouveau cryostat.

>> Nous aimerions savoir si parmi vous certains utilisent des cryostats Microm,

>> et si oui, êtes-vous satisfaits du service après-vente ?

>> Cordialement,

>>

>> Sabine

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15 sept 2011

Bonjour,

je réalise du FISH sur des coupes de colon de rat afin de caractériser la présence ou non d'une certaine bactérie.

Le nombre de cette bactérie par coupe étant très faible, je me demande si la PCR in situ serait une méthode complémentaire, me permettant d'augmenter mon signal et donc de mieux visualiser?

Quelqu'un utilise t'il cette méthode ? avez de la documentation ou des protocoles pour m'aider?

En vous remerciant par avance

Cordialement

Myriam

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23 mai 2011
Bonjour Laura,
Nous venons tout juste d'installer une loupe SMZ800 munie d'une caméra et des options "contraste oblique" et "contraste interferentiel". Le rendu en termùe d'image a l'air tout à fait satisfaisant. Je trouve le prix de la caméra un peu élevé cependant, Nikon n'ayant pas de caméra d'entrée de gamme. Nous n'avons pas acheté le module fluo, je ne peux rien te dire là-dessus.
Bonne journée,
Cedric
Bonjour,
Nous avons en projet l'achat d'une loupe binoculaire Nikon SMZ800 équipée des filtres pour epifluorescence eGFP et FITC.
N'ayant pas d'expérience à ce sujet, j'aurais aimé savoir :
1-si d'autres laboratoires se sont équipées avec ce type de matériel et s'ils le conseillent
2-si, de point de vue pratique, il est possible d'observer la fluorescence d'organes ou tissus in vitro sans les sortir de leur confinement, autrement dit si le verre ou le plastique n'interfèrent pas avec l'observation de la fluorescence.
Merci beaucoup
Laura
Merci beaucoup pour l' info, c'est vrai que le prix camera est élevé et l'équipement UV est également onéreux. C'est pour cela que on hésite un peu avant de se lancer dans l'achat.
Bonne continuation
Laura
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21 juin 2011
Bonjour
Nous avons fait un essai de quantum dots de Roche, mais nous n’avons pas, sur notre site de l’ENVA, l’équipement fluo vraiment adapté pour vérifier les résultats obtenus.
Un membre du réseau, localisé en Ile-de-France, aurait-il l’équipement adéquat pour lire la fluo des QDots de Roche, c’est à dire un filtre 605 nm pour l'émission orange et 655 nm pour le rouge ?
Ce membre du réseau accepterait-il de nous recevoir pour faire un rapide contrôle de nos résultats ?
D’avance merci.
Jean-Luc
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2 mai 2011

Bonjour
nous avons sur la plateforme un Hirox SH 1500. Nous avons testé avant l'achat le Hitachi, dans sa version précédente. De mémoire c'est une bonne machine, qui permet de faire de l'analyse élémentaire mais le voltage n'était pas réglable et du coup il avait tendance à brûler très vites les échantillons (nous travaillons sur des plantes , congelées par pelletier sans métallisation). Pour moi il est plus adapté aux matériaux ou au "solide" . Voir:
http://www.versailles-grignon.inra.fr/pciv/materiel/equipements__1/meb_de_paillasse
Le Hirox permet de moduler le voltage et de préserver les échantillons (environ 15 min) le grossissement est de 15000 (et pas de 30000 comme sur notre site il me semble) . Nous en sommes très content, c'est comme une grosse loupe bino (obtention d'une image en 10 min tout compris). Il est parfois un peu gourmand en filament de production d'électrons.
Rappelez moi pour plus de précisions ou pour avoir un contact avec des personnes l'ayant directement utilisé.
Cordialement
Bertrand
Le 2 mai 2011 à 17:06, Marie-Noëlle a écrit :
Bonjour à vous,
Nous avons eu la présentation d'un MEB de paillasse Hitachi TM 3000 par Sciencetec . Quelqu'un du réseau l'a t-il déjà utilisé ou le précédent TM 1000, sinon avez vous un avis sur ce matériel . Merci de vos réponses . Cordialement . MN
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16 février 2011

Bonjour Halima,

Non la protéine est libre et nous voulons la marquer à la FITC pour pouvoir l'incorporer ensuite dans des matrices alimentaire ( type fromage ) et pouvoir suivre sa diffusion en microscopie. Nous arrivons à la marquer mais ensuite nous n'arrivons pas à la purifier et il reste de la FITC libre dans notre solution . Merci de votre réponse , si cela peut répondre à notre problème je veux bien le protocole pour l'auxine . Cordialement . MNoëlle
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Bonjour à tous ,
Y aurait il dans le réseau un spécialiste de marquage de petite protéine ( Nisine 3354 Da) par sonde fluorescente (FITC).

Si quelqu'un peut me répondre je lui expliquerait en détail mon souci . Cordialement . MNoëlle
Bonjour Est ce que le matériel est fixé ou pas?Je dis cela car la fixation de petites molécules doit être faite avec l'EDAC et non PFA Sur notre plateforme, nous travaillons sur l'auxine qui est aussi une petite molécule.Si cela vous intéresse, je vous envoie le protocole

Halima